ChIP-Seq 是研究细胞内蛋白与DNA互作的重要工具，能在全基因组范围内检测与组蛋白、转录因子等互作的DNA区段。然而，由于ChIP的交联作用/免疫共沉淀的局限性，ChIP-Seq实验需要大量细胞，而实验重复性差，低信号、高背景等缺点，往往辛苦培养了很久的细胞，挥霍一空后得到大堆无意义的数据，再次实验又得到不一样的无意义数据……

为了克服ChIP-Seq的缺陷，近岸蛋白质开发了ChiTag酶和CUT&Tag技术（专利号：CN201810523164）。CUT&Tag是一种革命性的新技术，它不需要甲醛交联和免疫共沉淀，即可特异性的将目的蛋白附近的DNA片段直接连上接头并打断，进行高通量测序。该方法可一管式高通量应用，或在单细胞研究中使用。该方法使用了ChiTag酶，可以在打断基因组的同时加上接头，不需要繁琐的补平加A加接头，并且可在一天内完成从细胞到测序文库制备全流程。

图1  CUT&Tag方法原理

 

 CUT&Tag 与ChIP-Seq的相同点是都需要使用抗体，特异性结合目的蛋白。不同点在于：ChIP-Seq使用甲醛交联蛋白与DNA，并用超声打断DNA，再免疫共沉淀用ProteinA将抗体富集，这些繁琐的步骤中途会大量损失样本和信息，并造成高背景噪音；而CUT&Tag使用的ChiTag是ProteinA蛋白与Tn5转座酶的融合蛋白，ProteinA蛋白可在细胞内直接结合抗体（抗体结合在目的蛋白上），连带的Tn5转座酶将切割目的蛋白附近的DNA序列，并将DNA片段连上测序用接头（图1），PCR之后可直接用于高通量测序。

图2  应用实例：低背景高信号的ChiTag

 

通过实验对比可见使用ChiTag的CUT&Tag方法有更低的背景信号，更好的信号（图2）。

此外，CUT&Tag还可以绘制染色质和转录因子结合的活性位点。更重要的是，CUT&Tag能够对极少量细胞（60个细胞）甚至单细胞（操作方法略有改变）进行分析。由于PCR之前的反应都在细胞内进行，Henikoff博士通过分配单个细胞到5184纳米孔，再加入带随机标签的引物进行扩增的办法，实现单细胞测序（图3）。

图3 单细胞CUT&Tag流程

 

CUT&Tag基本流程如下：

 1 、收集细胞（60-100000个）

2、加入一抗，孵育，加入二抗，孵育

3、加入ChiTag转座体，孵育

 4 、提取DNA，PCR

 5 、NGS
 

 4 月29日，弗雷德哈钦森癌症研究中心的Henikoff博士在Nature Communication发表了CUT&Tag相关文章（图4）。

图4   CUT&Tag文献

 

作者对比使用了ChIP-seq、CUT&RUN、CUT&Tag三种方法来研究组蛋白H3K27me3。通过对比实验结果，CUT&Tag有最低的低背景噪声，最强的信号。通过对H3K4me1修饰物进行分析，得到的实验数据证实CUT&Tag的灵敏度最高，实验可重复性最好（图5）。

图5 CUT&Tag、CUT&RUN和ChIP-Seq重复性相关矩阵，计算Pearson相关系数

 

 CUT&Tag 这种革命性的技术将蛋白-DNA研究推进到极低细胞量乃至单细胞，并且拥有更高的信号，更低的噪音，更好的实验重复性，更简洁的操作。这对所有进行表观生物学的研究者是一大福音，并将颠覆性的推动基因修饰及调控的相关研究。

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